《Cell综述 | CRISPR基因组编辑技术的过去、现在和未来》

  • 来源专题:战略生物资源
  • 编译者: 李康音
  • 发布时间:2024-03-04
  • 2024年2月29日,苏黎世大学的研究人员在 Cell 期刊发表了题为Past, present, and future of CRISPR genome editing technologies的综述论文。在这篇综述中,作者讨论了CRISPR基因编辑技术在研究和治疗方面的现状,强调了限制它们的局限性和近年来开发的技术创新来解决这些问题。此外,还检查和总结了基因编辑在人类健康和治疗方面的当前应用情况。最后概述了未来可能影响基因编辑技术及其应用的潜在发展。

    基因组编辑,即对生物体遗传物质进行精确和有针对性的修改,是分子生物学领域最重大的进展之一。它具有深远的应用,从揭示基本的生物学过程到推动医学、农业和生物技术的发展。随着2023年底首次批准基于CRISPR疗法用于人类疾病治疗,CRISPR基因组编辑正在进入一个新时代。该综述旨在提供CRISPR基因组编辑全景视角,强调其当前状态、潜在的未来发展以及必须克服的障碍,以充分实现其在人类医学中的承诺。

    CRISPR-Cas核酸酶的可编程性使其能够产生位点特异性的DNA双链断裂,从而使其能够快速适应基因组编辑技术。来自化脓链球菌的典型Cas9蛋白(SpCas9)是第一个被用于基因组编辑的Cas核酸酶,由于其固有的高活性和特异性,目前仍然是最广泛使用的基因编辑器。Cas12a是一种起源于V型CRISPR-Cas系统的Cas核酸酶,在Cas9之后几年被发现,同样被用于基因组编辑。与Cas9不同,Cas12a不需要tracerRNA进行激活,这一特点已被用于体内多重编辑。

    CRISPR-Cas系统作为简单有效的可编程基因编辑工具的重新应用,极大地推进了许多基础和应用研究领域,为开发靶向基因治疗和各种生物技术应用奠定了基础。然而,高度进化的生物防御系统的功能特征与精确的基因组编辑工具的功能有所不同。因此,第一代基于CRISPR的基因编辑工具的应用潜力受到几个关键因素的限制,主要包括特异性、靶向范围,以及依赖内源性DSB修复机制来实现基因组编辑,此外,CRISPR组分的递送受到递送载体和目标细胞或生物体的特定限制。

    自基于CRISPR的基因编辑首次展示以来,该领域已经得到了前所未有的发展。基于Cas9和Cas12a核酸酶的第一代DNA双链断裂依赖性基因组编辑器的功能已经通过不断创新得到增强,这些创新不仅增加了这些工具的多功能性,还提高了它们的精度并最小化了非预期编辑后果。然而,对于它们安全性的担忧仍然存在,这既是因为脱靶编辑活性,也由于靶向DNA双链断裂的潜在基因毒性效应。为了减少非预期编辑的发生,已经探索了多种方法来精确地控制CRISPR基因组编辑器。

    CRISPR基因组编辑技术的发展带来了一系列具有显著潜力的应用,从基础研究的进步到新治疗方法的开发。首先,CRISPR已经改变了遗传学研究,使科学家能够在各种实验模型中模拟致病突变,创建大规模的全基因组筛查方法,并开发合成基因记录设备来研究正常发育和疾病进展。CRISPR系统还被被用于开发分子诊断,使病毒DNA或RNA的检测变得特异、快速和灵敏。其次,CRISPR技术还被用于建立消除病毒或细菌人类病原体的策略,后者是通过开发工程噬菌体实现的。限制病原体传播的一个具体例子是基于CRISPR的基因驱动,其中引入特定的抑制性特征(例如雌性不育),以摧毁携带病原体的昆虫种群(主要是传播疟疾等疾病的蚊子)。最后,过去十年的CRISPR基因组编辑已经发展出多种治疗遗传病的方法,其中一些已经从基于细胞和动物模型的临床前研究进入了人类临床试验。这包括体内和体外治疗纠正策略。体内治疗纠正方法涉及将基因编辑组件输送到人体内部受影响的组织。相比之下,体外方法涉及从患者身上收集细胞,在实验室中编辑它们,然后将编辑后的细胞移植回患者体内。此外,体外CRISPR编辑还使自体和异体基因组修饰的细胞疗法的产生成为可能,主要用于癌症免疫治疗。

    随着当前CRISPR技术的局限性在过去十年中变得越来越明显,新的方法和方法学不断发展和优化,以解决这些限制并提高基于CRISPR的基因组编辑的效率和多样性。这些新兴的第三代工具和技术,包括最近发现的紧凑型RNA引导核酸酶类,这些核酸酶已被用于基于DNA双链断裂的编辑,并可作为其他基因组编辑器(例如碱基编辑和先导编辑)的RNA引导的DNA结合平台。

    在基因组编辑领域,向宿主基因组中插入大片篇的DNA序列,特别是在缺乏同源定向修复(HDR)的非分裂细胞中,仍然是一个主要的未满足需求。在这种背景下,CRISPR引导的重组酶和转座子的开发提供了一种有前途的和潜在强大的途径来填补这一技术缺口。基于逆转录转座子的基因组编辑技术和编辑RNA转录本的新方法也已经出现。最后,新的基因组编辑工具的创建继续与递送方法的发展相伴而行,这对治疗应用构成了重大挑战。

    总的来说,这些进步反映了快速发展的基因组编辑领域的动态,其中每种新方法都提供了互补的优势,以解决基因操作的各种需求和挑战。

    此外,对于DNA双链断裂的基因毒性以及同源定向修复(HDR)低效率的担忧进一步推动了“第二代”CRISPR技术的发展,这些技术在不依赖于DNA双链断裂形成和HDR的情况下介导基因组编辑,其中最具代表性的是碱基编辑器(base editor,BE)和先导编辑器(prime editor,PE)。目前可用的CRISPR基因组编辑技术主要包括CRISPR-Cas9、CRISPR-Cas12a、碱基编辑、先导编辑、转录调控、RNA编辑,这为基因组编辑提供了更具针对性的方法,特定技术特别适合某些类型的编辑或递送模式。但虽然这些基因组编辑工具包的新增内容对解决与规范化CRISPR基因组编辑相关的许多限制做出了显著贡献,但它们在编辑活性、特异性和递送方面仍然存在一些限制。

    过去十年,基因组编辑领域从一个新兴的科学追求转变为一种变革性的生物技术力量。第一代CRISPR技术主要基于内源性修复或位点特异性DNA双链断裂(DSB),已被第二代技术,例如碱基编辑和先导编辑所补充,这些技术可以在不产生DSB的情况下直接靶向DNA修饰,通常被认为更安全,并产生更可预测的编辑结果。新兴第三代CRISPR技术正在开发中,以解决该领域中两个主要未满足的需求:实现大片段DNA序列的精确插入,以及通过表观基因组工程实现在没有任何基因组编辑的情况下进行基因调控。这些和其他技术的持续进步是由两种方法实现的:一方面,通过挖掘宏基因组来发现新的分子系统,另一方面,通过合成生物学和人工智能支持的分子工程。

    基因组编辑的现状最好地体现在不断扩展的新技术和方法的组合中,这些技术和方法主要基于源自CRISPR-Cas系统的RNA引导分子工具,彻底改变了我们精确和轻松地操纵遗传物质的能力。当前的发展趋势表明,这些技术将继续得到改进,在特异性、效率和传递机制方面逐步提高。值得进一步研究的领域将包括开发更具特异性和免疫原性的递送载体、减少脱靶效应以及增强对编辑结果的控制,从而提高基因组编辑的准确性和精度。展望未来,与纯粹基于蛋白质的技术相比,核酸引导系统可能仍然是基因组编辑的核心,因为它们具有简单的可编程性和适应性。然而,它们的应用模式可能会演变,可能会转向更瞬时性的编辑方法,以最小化意外长期基因变化的风险,或者通过瞬时递送来最小化基因组的破坏和免疫反应。

    随着第一代CRISPR技术已经通过体外编辑被批准用于临床治疗镰状细胞病(SCD)和β-地中海贫血等疾病,以及体内基因编辑疗法的出现,限制未来广泛的基因组导向的治疗发展的瓶颈将不再是缺乏安全、高效或精确的基因组编辑器。主要挑战将在于递送方法,特别是对于血液和肝脏以外的器官以及某些体外细胞类型。体内递送方法的进步,例如mRNA疫苗开发中所见,可能会显著促进CRISPR技术的应用。此外,即使是目前可用的CRISPR方法编辑的组织和细胞,也需要更多的基础研究来确定安全的编辑靶点。因此,随着新传递载体的开发以及致病变异及其纠正策略的表征,可以通过CRISPR治疗的疾病范围将不断扩大。预计CRISPR领域外的进展将有助于推动这些技术向新的方向发展,增强其功能。在这种背景下,人工智能(AI)的兴起将使我们能够准确地模拟复杂的基因组编辑场景,预测靶向和非靶向编辑结果,并设计更强大的基因组编辑器,从而加快实施安全治疗方法的步伐。

    伦理和社会影响,特别是涉及人类生殖细胞基因组修改的问题,将继续成为基因组编辑讨论的前沿。随着人类体细胞编辑成为现实,治疗性和非治疗性生殖细胞编辑的前景,以及对人类基因组进行可遗传改变的潜力,提出了深刻的伦理问题,全球社会必须加以解决。由于人类胚胎的研究表明,CRISPR基因组编辑技术在用于生殖目的的生殖细胞编辑方面不够安全或有效。此外,生殖细胞编辑的治疗效用有限,可能只对少数人有益。然而,对于基因组编辑技术的治理和负责任的管理,国际共识的紧迫性不能被夸大,特别是考虑到其快速发展、不断改进和广泛采用。

    总的来说,尽管存在这样那样的挑战,但CRISPR基因编辑的未来是光明的。它不仅有潜力推动研究突破和革命人类医学,还有潜力提高农业生产和应对气候生态挑战,从而为子孙后代建立一个更健康、更可持续的未来。

  • 原文来源:https://www.cell.com/cell/fulltext/S0092-8674(24)00111-9
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    • 摘要: 基因编辑技术的发展与应用为植物功能基因研究和作物遗传改良提供了重要的技术支撑。近年诞生的CRISPR/Cas 基因编辑系统 (主要包括 CRISPR/Cas9 和 CRISPR/Cas12a) 与其他的基因编辑技术相比,具有操作简 单、效率高等优势,因此在动植物中均得到广泛应用。本文结合 CRISPR/Cas 基因编辑技术体系的发展历史及最新 研究进展,着重介绍了该技术在植物领域中的应用范围和发展方向,以及基因编辑植物的靶点分析方法;对目前 CRISPR/Cas 基因编辑技术体系存在的问题进行了分析并提出了改进策略。 基因功能的鉴定和作物新品种的选育离不开 突变体的获得,之前突变体的获得主要依靠自然突 变、物理或化学诱变以及T-DNA 随机插入等手段[1]。这些方法存在突变效率低、突变位点随机等缺陷,且后续还需要通过图位克隆等耗时耗力的技术手段才能最终确定突变基因。因此,在特定的位点引入核苷酸变异,实现基因的定点编辑能高效地获得目标突变体,从而加快基础研究和遗传育种的进程。基因编辑技术主要是利用序列特异性核酸酶 (Sequence specific nucleases, SSNs) 在特定基因位点产生 DNA 双链断裂,借助编辑受体自身的 DNA 修复系统在非同源末端连接 (Non-homologous end joining, NHEJ) 过程中产生随机的 Indels(Small insertions and deletions) 或在同源重组修复过程中 插入或替换相应的基因片段,最终实现基因组序列 的突变。现有的基因编辑系统主要包括锌指核酸酶 (Zinc finger nucleases, ZFNs) 系统、类转录激活因子效应物核酸酶 (Transcription activator-like effector nucleases, TALENs) 系统以及 CRISPR/Cas (Clustered regularly interspaced short palindromic repeat-associated protein) 系统[2] ,其中,CRISPR/ Cas 系统由于载体构建过程简单、编辑效率高等优 点,成为当前广泛应用的主流基因编辑系统。本文回顾了CRISPR/Cas系统的发现和编辑技术体系建 立的历程,介绍了CRISPR/Cas 编辑技术在植物中的应用以及编辑结果的分析方法,并展望了 CRISPR/ Cas 基因编辑技术以及编辑靶点分析技术的发展趋势。 1 CRISPR/Cas 免疫系统的作用机制和分类 科学家们对 CRISPR/Cas 免疫系统的研究早在 30 年前就已经开始。1987 年,日本研究团队在研究大肠埃希菌 Escherichia coli 碱性磷酸酶的同工酶基因 iap 的时候发现,在该基因的 3'端存在特殊的侧翼结构,即 29 bp 的高度相似序列分别被 32 bp 序列间隔,形成了 5 个拷贝的串联重复序列[3]。但该团队并未对此现象进行更深入的研究。Mojica 等[4-5] 对此产生了浓厚的兴趣,他们利用生物信息学检索探究,在 20 多种微生物中都发现了类似的短 序列重复结构,并将这种短序列重复结构命名为规则的短间隔重复 (Short regularly spaced repeats, SRSRs);提出 SRSRs 可能存在于原核生物基因组, 包括所有嗜热细菌和古细菌中以及部分的蓝藻和变形菌门生物;总结了 SRSRs 的基本特征:24~ 40 bp 的短回文序列 (回文区可达 11 bp) 成簇存在, 并被非重复的 20~58 bp 序列间隔开来。2002 年,为了更贴切地表示 SRSRs 的特征以及避免命名的混乱,Jansen 与 Mojica 商定将 SRSRs 更名为成簇有规律的间隔短回文重复序列 (Clustered regularly interspaced short palindromic repeats,CRISPR)。Jansen 等[6] 发现大部分种类的原核生物具有 2 个或 2 个以上的 CRISPR 基因座前导序列,而这些 CRISPR 基因座前端共享一个 300~500 bp 的种间 保守前导序列,并通过比较 CRISPR 基因座侧翼的基因组信息,鉴定出不同原核生物中高度相似的 4 个 CRISPR 关联基因:Cas1~Cas4。2005 年,Mojica 等[7] 再次发表了对 CRISPR/Cas 系统研究的最新结 果,他发现 CRISPR 中的间隔序列大部分来自噬菌 体或接合质粒,并且携带某一噬菌体片段的细菌具 有对相应噬菌体的抵抗力;CRISPR 基因座存储了病原菌的基因信息,可能是微生物适应性免疫系统 的一部分。随后,另有 2 个科研团队也发表了相近 结果的论文[8-9]。2007 年,Barrangou 等[10] 证明了在 噬菌体攻击后,筛选到的抗性细菌的 CRISPR 区整 合了新的间隔序列,而间隔序列正是来源于噬菌体 DNA,也就是说,细菌通过识别与噬菌体序列相同 的 CRISPR 间隔区对应的特定序列,获得对噬菌体 的抗性,产生适应性免疫能力;还确认了 CRISPR 关联基因 Cas7 帮助细菌获得新的间隔序列和重 复,Cas9 则发挥了核酸切割酶的作用,为细菌免疫 系统所必需。随后的几年,CRISPR 细菌免疫系统 的必要条件和作用机制相继被发现和证实,如 CRISPR 中依靠重复序列形成的 crRNA 是 CRISPR 产生抵抗力的关键[11] ,Cas9 切割的对象是 DNA[12] , 且对 DNA 的精准切割的位点与 crRNA 特定序列 和 PAM(Proto-spacer adjacent motif) 序列有关[13-14] , Ⅱ型系统中 tracrRNA 也参与了 Cas9 的切割[15] 等等。 CRISPR/Cas 系统广泛分布于 90% 的古细菌 及 50% 的细菌基因组或质粒上[16]。它由 CRISPR 基因座和 Cas 基因 2 部分组成,其中,CRISPR 基因 座又包括位于 CRISPR 基因座上游富含 AT 碱基的 前导序列 (Leader)、涵盖回文序列的 20~50 bp 的重 复序列 (Repeat) 和从外源捕获的间隔序列 (Spacer)。CRISPR/Cas 系统的免疫过程分为 3 个阶段[17] :1) 外 源 DNA 首次入侵时,细菌进入适应阶段,来源于噬 菌体或质粒上的前间隔序列 (Protospacer) 的 DNA 同源短片段被整合到 CRISPR 基因座前导序列下游 中,形成新的间隔序列;2) 外源 DNA 再次入侵时, 细菌激活了表达阶段,CRISPR 基因座转录出前体 crRNA,由内切核糖核酸酶催化加工成成熟的 crRNA;3) 在干扰阶段,成熟的 crRNA 引导 Cas 蛋 白复合物靶向噬菌体前间隔序列位置,识别噬菌体 基因组内的 PAM 序列,对外源靶标位置精准切割 从而避免细菌切割自身 CRISPR 基因座。 2012 年,Jinek 等[15] 在《Science》上发表研究成 果,证明了crRNAs(CRISPR RNAs) 与反式作用 crRNA(Trans-activating crRNA,tracrRNA) 配对结合后形成双分子的 RNA 结构,可以介导 Cas9 蛋白定 向切割 DNA 序列。2013 年,张峰团队率先利用 CRISPR/Cas9 技术在人类和小鼠细胞内实现了精准 的基因编辑,并构建了可同时靶向多个位点的基因 编辑系统[18]。此后,CRISPR/Cas 基因编辑技术蓬勃发展。 Makarov 等[17, 19] 根据 Cas 基因的数目和功能 将 CRISPR/Cas 系统分为了 2 大类 5 种类型 (Ⅰ~Ⅴ)16 种亚型,其中,Ⅰ、Ⅲ和Ⅳ型属于第 1 类,它们在 干扰靶基因时需要多个 Cas 蛋白形成复合物协同 工作;Ⅱ和Ⅴ型属于第 2 类,它们利用单一 Cas 蛋白就能够干扰靶基因。第 2 类Ⅱ型系统较为简单,研究也更加透彻,目前应用较广的 CRISPR/Cas9 系统为Ⅱ型 CRISPR 系统,而新兴的 CRISPR/Cas12a (Cpf1) 系统属于Ⅴ型 CRISPR 系统。Shmakov 等[20] 2015 年又发现了Ⅵ和Ⅴ型的 2 种亚型。 2 CRISPR 基因编辑系统的建立 在对细菌的 CRISPR/Cas 免疫系统及作用机理有了较深的认识后,科学家们开始对该系统进行改 造并应用于动植物的基因组编辑。目前应用最广泛 的 CRISPR 基因编辑系统主要包括 CRISPR/Cas9 系统和 CRISPR/Cas12a 系统。 2.1 CRISPR/Cas9 系统的建立 CRISPR/Cas9 是目前报道的唯一被优先应用于基因编辑的Ⅱ型系统。与Ⅰ和Ⅲ型 CRISPR 系统需 要多个 Cas 蛋白形成复合物共同发挥功能的机制不同,Ⅱ型 CRISPR 系统仅需 1 个 Cas 蛋白和 2 个 RNA 元件即可实现对靶 DNA 的切割[15]。为了进一 步简化 CRISPR/Cas9 系统,研究者通过保留必需元件 tracrRNA 和 crRNA 的核心序列并引入连接区, 将两者合并为一个 sgRNA(Single guide RNA),并通过体外试验证实 Cas9 蛋白能在 sgRNA 的引导下切割双链 DNA,这一系列成果为 CRISPR/Cas9 在基因编辑中的广泛应用奠定了坚实基础。自 2013 年起,利用 CRISPR/Cas9 技术相继实现了对人类细 胞、小鼠细胞、斑马鱼、果蝇、水稻、拟南芥等真核系统中的内源基因组编辑[21-30]。 CRISPR/Cas9 基因编辑技术主要包括两大核心内容:1) 构建 Cas9/sgRNA 表达载体,将载体导入受 体细胞表达发挥编辑作用;2) 将表达纯化的 Cas9 蛋白与合成的 sgRNA 导入受体细胞发挥编辑作用。来源于链球菌 Streptococcus pyogenes 的 Cas9 蛋白 SpCas9 最先被应用于基因编辑,该蛋白含有一个 RuvC-like 结构域和一个 HNH 核酸酶结构域,两者分别在靶 DNA 的 PAM 序列“NGG” 上游 3 nt 处对 DNA 双链进行切割,形成平末端。在真核系统中,需要在 Cas9 蛋白中添加一段核定位信号以保证该蛋白进入细胞核正常发挥功能。sgRNA 是一段具有特定结构的单链 RNA,其 5'端 约 2 0 个碱基与靶 D N A 互补配对结合,引导 Cas9/sgRNA 复合物对相应位点进行切割,决定编辑位点特异性。因此,在构建 Cas9/sgRNA 表达载体编辑受体基因组中不同的位点时,只须改变 sgRNA 中 5'端的特异位点识别序列,而其他元件可保持不变,极大地降低了载体构建的技术门槛。此外,通过构建多个 sgRNA 表达盒的串联载体,可 实现同时对多个靶位点的有效编辑,显著地提高了该系统的编辑效率。在 Cas9/sgRNA 表达载体构建完成后,需要通过多种转化手段将表达元件或 Cas9/sgRNA 产物导入到编辑受体中发挥功能。在植物系统中,将 Cas9/sgRNA表达载体导入植物细胞的有效方法包括原生质体PEG 转染、农杆菌叶片注射法、基因枪轰击、农杆菌介导转化等,不同方法在不同植物中的编辑效率各异[31-33]。在此基础上, 不同实验室针对植物系统影响编辑效率的关键因素如 sgRNA 序列、启动子选择、Cas9 变体或同源蛋白的选择等进行了一系列探索和优化[31, 33-35]。 2.2 CRISPR/Cas12a 系统的建立 虽然 CRISPR/Cas9 被广泛应用,但该系统仍存 在编辑位点受限、脱靶情况较多等缺陷,因此开发 与建立新的 CRISPR 基因编辑系统是科学家们研究 的热点之一。CRISPR/Cas12a 属于Ⅴ型 CRISPR/ Cas 系统,它同样只需一个 Cas 蛋白即可对双链 DNA 进行切割,但其作用元件和作用模式与 CRISPR/ Cas9 截然不同[36]。首先,仅携带 RuvC-like 结构域的 Cas12a 在 crRNA 引导下即可切割双链 DNA,不 需要 tracrRNA 的参与;其次,C12a 特异识别富含 T 的 PAM 序列;最后,Cas12a 在靶 DNA 的 PAM 序列下游 18 nt 处 (正链) 和 23 nt 处 (负链) 对 DNA 双链进行切割,形成黏性末端。与 CRISPR/Cas9 相 比,该系统具有如下独特优势[ 3 7 - 3 8 ] :1)CRISPR/ Cas12a 系统的 crRNA 比 sgRNA 更短,且 Cas12a 蛋白也比 Cas9 蛋白更小,因此,CRISPR/Cas12a 适用于更多装载量小的载体系统,特别是多靶点编辑 的情况;2)Cas12a 切割 DNA 后形成黏性末端,增 加了HDR 修复途径发生的概率,有利于 DNA 片段 的定点插入和替换;3) 在多个物种的基因编辑中, CRISPR/Cas12a 表现出更低的脱靶率。 目前,CRISPR/Cas12a 在基因编辑中的应用仍局限于少数物种,植物的研究大部分集中在水稻系 统[39-46] 以及少数烟草、拟南芥、大豆和玉米等系统 的报道[39, 42, 46-47]。这可能是因为 CRISPR/Cas12a 在 低温条件下编辑效率低[46] ,且较严格的 PAM 序列 “TTTV”降低了该系统的编辑范围。基于其自身的 优点及局限性,CRISPR/Cas12a 成为了继 CRISPR/Cas9 后第 2 个被广泛关注的基因编辑系统,两者互为补 充,进一步丰富了基因组编辑系统选择的多样性。 3 CRISPR/Cas9 在植物基因组编辑中的应用 目前 CRISPR/Cas9 在植物基因组编辑中的应用主要包括基因功能研究和作物遗传改良,编辑形 式可分为功能基因的敲除、基因 (片段) 的定点插入或替换、单碱基编辑和基因表达调控 4 个方面。 3.1 功能基因的敲除 利用 CRISPR/Cas9 对功能基因进行特异敲除是目前该系统在植物中应用最广泛的方向。这是由 于 Cas9 蛋白切割目标 DNA 形成双链断裂后,往往会优先启动编辑受体中的 NHEJ 易错修复途径,大 多数情况下可以在切割位点附近产生碱基并插入缺失 (Indel),且大部分是 1 bp 的插入、小部分为短 片段缺失[48-49]。当产生的 Indel 位于基因外显子且 碱基数不是 3 的倍数时,便会造成密码子的移码突 变。对于二倍体植物如水稻,由 CRISPR/Cas9 产生 、突变的效率能达到 80% 以上[50]。当 2 个等位基因 同时被编辑产生双等位突变或纯合突变时,便能实现基因的敲除。对于多倍体植物,所有等位基因同 、时被编辑的概率偏低,因此多倍体植物特别是小麦、土豆等农作物的高效编辑体系构建仍是当前研 究的难点[51-52]。 基于 CRISPR/Cas9 系统介导基因敲除的高效性,多基因编辑技术随即诞生。多基因编辑主要有 2 条途径:1) 对多个同源基因同时进行敲除,此时只需以它们的保守序列作为靶点,设计一条 sgRNA 即可敲除多个基因,但该方法使用范围受限;2) 对不 同基因设计针对不同靶点的 sgRNA,将多个 sgRNA 表达盒连接到表达载体并导入编辑受体,如在水稻 中能实现 7 个基因的同时敲除[49]。这种多靶点编辑 技术特别适用于功能冗余基因、基因家族和同一生 化途径中多个基因的功能研究,以及农作物中多个 农艺性状的改良。此外,多靶点编辑技术还能通过在 基因片段两侧各设计一个靶点,实现片段的删除。目 前利用该方法可成功删除大于 100 kb 的染色体片段,而对于 1 kb 以内 (特别是<100 bp)的小片段则拥 有较高的删除效率[53-55]。片段删除法可以对基因进 行更彻底的敲除,特别是针对非编码基因,也可用于特定结构域的功能分析。已有大量研究通过对水稻的已知基因进行 CRISPR 编辑敲除从而快速获得具有高抗、高产、高品质等优良性状的植株 (表 1)。 3.2 基因 (片段) 的定点插入或替换 当利用 CRISPR/Cas9 引入 DNA 双链断裂的同 时引入一个供体片段,且该片段的两端携带与 DNA 断裂处相似的序列,此时编辑受体有一定的概率会 启动 HR 修复途径,通过同源重组实现供体片段的 精确插入或替换。与 NHEJ 途径造成的随机插入或 缺失相比,该编辑方式更加精准灵活,可实现多个 控制优良性状基因的稳定聚合,解决传统育种中优 良性状无法连锁遗传的问题,因此具有更广泛的应 用前景。虽然自 CRISPR/Cas9 技术诞生以来,已在 烟草、拟南芥、水稻、大豆、玉米等植物中实现基因 片段的精准插入或替换,但这些案例的编辑目标基 因往往就是抗性基因,依赖于使用筛选剂富集编辑 细胞,编辑效率低[75]。 为了提高编辑效率,科学家们采取不同的方式 对该技术进行改良。鉴于 HR 修复途径的低效性, 有研究通过在相邻的内含子中分别设计一个靶位点,利用相对高效的 NHEJ 途径实现基因的定点插 入和替换,而内含子中插入连接点的碱基变异不会影响所在基因的功能[72]。另外,由于供体片段向编 辑受体的传递不到位是影响 HR 途径编辑效率的主 要原因之一,有研究利用双生病毒系统作为供体片段的载体,通过复制出大量供体片段拷贝,从而提 高插入编辑效率[76]。然而,这些系统大多数仍需要 使用额外的抗性标记提高编辑效率。为了寻求更理 想的技术体系,有研究者提出一种不依赖抗性标记 的连续转化方法,该方法通过在母细胞系中利用卵 细胞来源的早期胚胎特异启动子驱动 Cas9 的表 达,提高拟南芥中同源重组介导的基因插入和替换 的概率[77]。 3.3 单碱基编辑 目前的单碱基编辑技术是指对目标基因片段 中的特定位点的单个碱基进行转换。该技术的建立 最早依赖于胞嘧啶脱氨酶的使用[7 8] ,其作用机理 是将胞嘧啶脱氨酶和人工突变后的 DNA 切口酶 nCas9 进行融合,融合蛋白在 sgRNA 的引导下将靶 点 PAM 序列上游约 5~12 碱基范围内非靶标链上 的胞嘧啶 (C) 转换为尿嘧啶 (U),同时切割靶标链 产生单链断裂,此时编辑受体启动修复机制,以非 靶标链为模板将互补链中的鸟嘌呤 (G) 替换为腺嘌 呤 (A),最终实现 C/G 到 T/A 的转换,该系统因而 被称为胞嘧啶编辑器 (CBE)。此外,尿嘧啶糖基化 酶抑制蛋白 (UGI) 的使用可提高 DNA 中尿嘧啶的 稳定性,从而使编辑效率高达 75%[78]。另一项研究 通过定向进化法在大肠埃希菌中获得一个突变型的腺苷脱氨酶,可将 DNA 中的腺嘌呤转化为次黄嘌呤 (I),后者在 DNA 复制过程中可被识别为鸟嘌呤[79]。将腺苷脱氨酶与 nCas9 进行融合,即可通过类似于 CBE 的机制实现靶序列中 A/T 到 G/C 的转换,该系统被称为腺嘌呤编辑器 (ABE)。CBE 和 ABE 系统的建立使单碱基编辑能实现 4 种形式的碱基转换,该系统不依赖于 DNA 双链断裂的产生, 既规避了 NHEJ 修复途径的随机性,也摆脱了 HR 修复途径效率低的限制。 目前,已有多篇报道分别将 CBE 和 ABE 系统 加以改造并应用在水稻、小麦、玉米、番茄、拟南芥等植物中[73-74, 80-86] ,且以水稻的研究居多。这些研究表明,同一编辑系统对不同靶点的编辑效率差异较大[73-74] ,而造成这种差异的具体原因仍需进一步研究。此外,利用基于胞嘧啶脱氨酶 APOBEC1 的 CBE 系统进行基因编辑时,该酶对编辑位点具有偏好性,仅对序列为 TC 中的 C 有较强的编辑效率[74,87]。因此,有研究者提出用 hAID 替代 APOBEC1[87] , 前者偏向于对 GC 或 AC 中的 C 进行编辑,该系统与 APOBEC1 系统互为补充,提高了 CBE 编辑的适用性。 3.4 基因的表达调控 对于生长发育必需基因,彻底敲除往往会造成 植株死亡从而无法获得敲除体,因此需要通过调控 表达量进行相关的功能研究。目前提高基因在植物 中的表达主要依赖于外源基因的插入,但该技术无 法控制基因插入位点和拷贝数,从而导致表达水平 不稳定,且进行多基因插入时载体构建过程繁琐。在农业生产中,重要农艺性状往往由数量性状基因 座 (QTL) 控制,而传统育种常需要耗费大量精力对 启动子中携带有利变异的 QTL 进行筛选与利用。因此,通过 CRISPR/Cas 等技术实现植物体内源基 因精确、高效的表达调控是理论研究和生产实践的迫切需求。 目前,利用 CRISPR/Cas9 调控植物基因表达主要有 2 种途径。一种途径是用 Cas9 蛋白对目标基 因的启动子区的顺式调控元件 (CRE) 进行编辑或 直接删除,改变基因的表达水平或模式[88]。该方法 的代表性研究为 Rodriguez-Leal 等[89] 通过对番茄中 多个基因 CRE 的编辑获得了人工的 QTL 变异,实 现了果实大小等重要农艺性状的精准调控。该方法 可通过后代分离获得不带转基因的编辑个体,但也 存在随机性高、未必能获得理想性状等缺陷。另一 种途径是将人工突变后失去核酸酶活性、却仍保留 DNA 结合能力的 dCas9 蛋白与特定的转录调控结构域融合,通过 sgRNA 将融合蛋白带到目标基因 的启动子区,抑制或激活该基因的表达[90]。目前该 方法已成功应用在拟南芥、烟草和水稻中[91-93]。此 外,dCas9 还能通过融合乙酰转移酶等蛋白实现表 观遗传编辑,从而调控基因表达[90] ,但植物中相关 研究鲜见报道。 4 CRISPR 基因编辑靶点的分析技术 CRISPR/Cas 系统对植物基因组的编辑简单易行、成本低、突变率高,能实现多个基因同时编辑, 是生物技术的重大突破,它的应用使得基因功能研究和作物遗传改良等领域飞速发展。利用 CRISPR/ Cas 系统在植物中进行基因编辑后,植株将产生不同类型的突变。为了更好地解析编辑后植株的突变类型,科研工作者开发了以下 3 种基于不同原理的 靶点分析技术。 4.1 基于 Sanger 测序的靶点分析技术 利用 CRISPR/Cas 系统对二倍体植物基因编辑后,植株多产生简单突变,如纯合突变、双等位突变和杂合突变[49]。基于 Sanger 测序的靶点分析技术主要适合于简单突变的样品。Ma 等[49] 利用植物密 码子优化 Cas9 基因,构建了一个高效、强大的多靶 点 CRISPR/Cas9 基因编辑载体系统,可以方便快捷地实现对单子叶植物和双子叶植物的多重基因组编辑,编辑效率高达 85.4%。为了获知靶点的突变情况,经典的解码方法是利用特异引物将包含靶点序列的 DNA 片段扩增下来,构建克隆,并挑取多个克隆进行 Sanger 测序。但这种方法花费高、耗时长,在编辑植株较多时工作强度大。如果直接将 PCR 产物测序,纯合突变株在基因组内发生的具体突变 (缺失、插入或替换) 可以通过野生型序列和突变株序列比对获知;但当突变类型为双等位突变和杂合突变时,测序峰图便会从突变位点起延续杂乱的双峰[94]。 Ma 等[94] 开发了一种高效、简单且能快速解码 来自于杂合突变或双等位突变的 PCR 产物测序双峰信息的方法,叫简并序列解码 DSD(Degenerate sequence decoding)。其工作原理是:1) 测序峰图中, 以第 1 个双峰处为起点,标注 10~12 bp 的简并序 列 DS(Degenerate sequence),双峰上游 8~10 bp 为 锚定序列 AS(Anchor sequence);2) 将 DS 与野生型序列进行比对搜索,获得匹配;3) 将简并匹配得到的序列与 AS 链接,获得等位链 1 的突变情况,利用简并减法获得等位链 2 的突变情况[94-95]。 DSD 方法简单可靠,但若需要解码数量更多的突变序列,手动解码还是较费时。为了更高效率、更人性化地解决这个问题,Liu 等[95] 以 DSD 方法为原理编写程序,开发了一个基于网页的、多功能的对 包含靶位点 PCR 扩增产物的测序文件直接解码,输出突变类型的网页版解码工具 DSDecode,可解码纯合突变、双等位突变、杂合突变等。为了更快地同时处理大量测序文件,Xie 等[9 6] 将该软件升级至 DSDecodeM (http://skl.scau.edu.cn/dsdecode/),可以同时解码多个测序文件;更方便的是,该团队开发的一站式基因编辑软件工具包 CRISPR-GE (http:// skl.scau.edu.cn),可将 CRISPR/Cas9/Cas12a 的靶点 选择、脱靶预测、载体构建引物设计和对突变靶点 测序分析解码一体化,使植物基因组编辑的工作更 加自动化、人性化和高效可靠。 4.2 基于高通量测序的靶点分析技术 当植株的突变类型复杂,包括简单突变和嵌合 突变 (一个靶点产生的突变多于 2 种)、或者需要解 析多倍体物种的基因组编辑、或者一次性测大量的靶点突变事件时,基于 Sanger 测序的靶点分析技术便不太适用了,此时基于高通量二代测序 NGS (Next generation sequencing) 的靶点分析技术应运而生。已开发的高通量测序分析靶点技术包括 AGEseq、Cas-analyzer、CRISPR-GA、CRISPResso 和 Hi-TOM 等。 Xue 等[97] 开发的 AGEseq 是第一个支持高通量测序数据的基因编辑分析平台,它同时也支持 Sanger 测序数据,是基于 Galaxy 的网页工具,若需处理大量数据,可以下载独立的软件程序。Park 等[98] 开发的 Cas-Analyzer 是一个基于 JavaScript 的 NGS 数据分析平台,支持各种可编程核酸酶诱 导的突变频率分析,包括单核酸酶和配对核酸酶, 如 ZEN、TALENs、CRISPR/Cas9 以及 CRISPR/ Cpf1 系统等。由于 Cas-Analyzer 是完全在客户端 Web 浏览器中即时使用,无需将庞大的 NGS 数据 集上传到服务器,支持上传压缩文件,节省了时 间[98]。Güell 等[99] 开发的 CRISPR-GA 是简易评估 基因编辑质量的平台,评估过程只需要点击 3 次鼠 标。它用于评估二代测序数据并量化编辑效果,如 对在编辑位置发生插入、删除或同源重组的数量、 比例以及对不同突变类型的检测分析,并能够生成 一个报告。Pinello 等[100] 开发的 CRISPResso 可以 准确定量和可视化 CRISPR-Cas9 结果,并对编码序 列、非编码元件和选定脱靶位点的影响进行综合评 估,可用于定性和定量评估基因组编辑结果,以及 标准化和简化目前需要开发自定义内部算法的分析。Liu 等[101] 开发的 Hi-TOM 可用于多个样品和多 个靶位点的突变鉴定,可获得精确的百分比数据。搭桥序列和 Barcode 引物的引入大大提升了 HiTOM 可同时检测的样品通量,简化的 NGS 文库构 建和综合结果输出使 Hi-TOM 特别适用于由 CRISPR/Cas 系统诱导的所有类型突变的高通量鉴 定,尤其是复杂基因组编辑或复杂嵌合突变,具有 高可靠性和灵敏度。 4.3 基于非测序手段的靶点分析方法 上述 2 种基于测序数据的靶点分析方法的优 势在于可以直观地获取突变的具体信息,包括突变 位点、类型及等位链上变化的碱基数。 基于非测序手段的靶点分析方法包括 PCRRE(PCR/restriction enzyme) 法、T7E1(T7 endonuclease I) 法和 HRM(High-resolution melting assay) 法等,这 些方法无需获知具体的碱基变异序列就能简易地 辨别基因编辑是否成功。如果设计得当,可以使限 制性内切酶切割位点落在靶点位置上,若 CRISPR/ Cas 系统功能产生了突变,限制性酶切位点也遭到 了破坏,酶切基因组 DNA 后可用 PCR 扩增确认, 这就是 PCR-RE 法[102-103]。PCR-RE 法要求靶点处有 酶切位点,这大大限制了靶位点的选择。利用特异 切割错配分子的 T7EI 或 SURVEYOR 酶也可以检 测突变情况,将来源于打靶样品与野生型样品的包 含靶序列区段的 PCR 扩增产物混合后,变性再复 性,使突变序列与野生型序列产生错配分子,用 T7E1 切割后电泳检测[104]。此方法同样可以用于检 测突变的靶位点及计算突变效率,检测灵敏度较 PCR-RE 法低,但没有靶序列的限制[103]。HRM 法是 利用突变后序列与野生型序列的熔解曲线不同筛 选突变株,同时利用单链突变片段的构象改变、以 及在非变形 PAGE 胶上随之改变的迁移率来鉴定 突变分子的方法[105]。 5 基因编辑技术的脱靶风险评估 脱靶效应是指在基因编辑过程中,CRISPR 系 统对非靶标位点进行非特异编辑从而导致不可控 的基因组变异。由于编辑特异性是决定 CRISPR 系 统应用前景的重要因素,自该技术诞生以来已有大 量的研究对其脱靶效应进行了分析,并发现编辑细 胞中确实存在脱靶现象,且脱靶情况的出现与靶序 列的特异性有关[29, 106]。为了更全面地分析 CRISPR 基因编辑个体的脱靶情况,多项研究利用全基因组 测序分别检测了小鼠和大鼠[107] 、水稻[108-109] 、番茄[110] 、 棉花[111] 等 CRISPR 编辑动植物的全基因组脱靶情 况,发现由 Cas 蛋白/sgRNA 复合物引起的脱靶仅 在一些具有相似性的靶点中低概率发生,说明 Cas 蛋白介导的基于 NHEJ 途径的编辑具有较高的特异 性。此外,单碱基编辑系统的特异性也是近年的研 究热点。基于胞嘧啶脱氨酶活性的 CBE 系统在编 辑位点处容易产生 Indel 或其他非特异编辑[74, 80] ,而 类似情况并未出现在 ABE 编辑植物中[73, 84-85]。通过 全基因组测序分析发现,CBE 编辑小鼠和水稻均存 在大范围的脱靶效应,且该脱靶现象与 Cas 蛋白的 活性及 sgRNA 的特异性无关[112-113]。表明 ABE 相 比于 CBE 具有较高的编辑特异性,同时也进一步 证实了基于 Cas 蛋白和 sgRNA 复合物的基因编辑 具有较低的脱靶风险。 为了降低由 Cas 蛋白/sgRNA 复合体造成的脱 靶风险,研究者提出了多种解决途径:1) 通过截短或优化 sgRNA 结构提高编辑特异性[114-116] ,但也有研究表明靶位点识别序列不完整的截短 型 sgRNA 会严重降低该系统在植物中的编辑效率[117] ;2) 在设计靶点时使用软件 (如 CRISPR-GE[96] ) 分析 脱靶风险,挑选特异性高的靶点进行编辑,并在编 辑后对潜在脱靶位点进行测序分析;3) 降低编辑受 体内 Cas 蛋白/sgRNA 复合物的含量[116] 或直接将预 先合成的 Cas9/sgRNA 核酸蛋白复合体导入编辑受 体中[118-119] ;4) 将 Cas9 蛋白点突变为核酸切口酶,使 用成对的切口酶分别在靶标链和互补链中产生单 链断裂[114-115] ;5) 通过结构改造获得特异性高且不影 响编辑效率的 Cas9 蛋白变体,如 eSpCas9[ 120 ] 、 SpCas9-HF1[121] 等。针对单碱基编辑系统 CBE,其 大范围脱靶的产生应该是由胞嘧啶脱氨酶的活性 造成,因此该类脱靶情况无法通过提高 sgRNA 特 异性来避免,也许能通过人工改造降低脱氨酶活 性、降低胞嘧啶脱氨酶−UGI 复合物在编辑受体中 的积累量、或寻找特异性高的新型胞嘧啶编辑器 3 种途径解决[122]。 虽然已有大量工作对 CRISPR 进行优化并提高 其特异性,但目前仍无法完全避免编辑个体脱靶的 情况。因此,在利用 CRISPR 技术 (特别是 CBE 系 统) 进行基因编辑时,不能忽略潜在的脱靶风险。对 于基因功能研究,为了排除脱靶现象造成的结果误判,应对多个独立编辑个体进行基因型和表型的关联分析,确定表型的变化是由目标基因的突变引起 的。对于医学治疗领域,由于涉及到人类的健康和 伦理问题,CRISPR 技术的应用须实现“零风险”,因此开发精准高效的体内全基因组脱靶检测技术如 VIVO[123] 、DISCOVER-Seq[124] 等是推动 CRISPR 在该领域稳健发展的重要手段。对于农作物育种,尽 管脱靶也同样会对农作物造成正面或负面的影响, 但育种过程就是一个人工选择性状的过程,若脱靶造成了农艺性状的劣化,可通过对后代进行分离性状筛选去除脱靶个体;若脱靶产生了性状的优化, 则可将该脱靶位点保留并做进一步研究。可见,脱 靶情况的存在基本不会阻碍 CRISPR 技术在基因功 能研究和农作物育种中的应用,而该技术在医学治 疗中的普及则有待脱靶检测体系的进一步优化和 基因编辑特异性的进一步提高。 6 展望 CRISPR 基因编辑技术由于操作过程简便、编 辑效率高、支持多靶点编辑、编辑形式多样等优势, 在短短几年内飞速发展,并在多种植物中得到广泛 应用,为基因功能研究及作物性状改良做出了重要 贡献。随着越来越多的功能基因被克隆,该技术在 生产实践上的应用范围将越来越广。然而,该技术 仍存在一些不足之处:1) 脱靶效应的存在,其潜在 的风险以及相应解决手段已在前文详细阐述。2) 由 于 Cas 蛋白的 PAM 序列相对固定,会出现部分基 因难以寻找合适编辑位点的情况。研究者们主要通 过 2 种途径解决这一问题,其一是通过人工改造 Cas9 蛋白序列使其识别不同的 PAM 位点,其二是 在不同物种中寻找并鉴定更多的 Cas9 同源蛋白, 甚至是来源于不同免疫系统的其他 Cas 蛋白 (如 Cas12a),从而扩大 CRISPR 技术的应用范围[125]。3) 依赖 HR 同源修复的基因精准编辑相比于其他编 辑形式具有更广泛的应用前景,虽然已有多项研究 致力于在植物中建立相应编辑系统,但这些系统的 编辑效率仍远不及由 NHEJ 修复介导的易错编辑系 统,且尚未能在植物中推广应用。因此,仍需通过优 化已有的系统或建立新的技术体系从而突破目前 的技术瓶颈。 随着二代测序的发展,基因编辑技术基于高通 量测序手段的靶点分析技术有了坚固的技术基石, 高通量大数据的获取变得更平常、更方便,价格也 更亲民。基因编辑技术的飞跃也使得植物基因功能 探究如虎添翼,科学家们也倾向于寻找更复杂物种 基因组内隐藏的秘密。在接下来的数年间,CRISPR/ Cas 仍会作为主流基因编辑系统应用于各物种的基 因功能探究以及植物遗传性状改良等领域。靶点分 析技术需向更高通量、更深层次、更快捷、更智能方 向发展,如果能搭上信号传输通路和人工智能发展 的快车,将会大大助力基础科学研究。目前,基于二 代测序的基因编辑数据分析平台的功能还不够强 大,易用性不够友好。刘耀光团队开发了基于二代 测序的更高通量、更加灵活易用的检测软 件 HiDecode,一次可以鉴定多达 96×96 个靶点的突变 样品,每个突变体可以同时检测多个不同靶点 (未 发表),大大省去了看样本峰图分辨突变情况的时间 和精力,让研究更高效。 总之,基于 CRISPR 的植物基因组编辑技术体 系仍有诸多技术难点尚未攻克,发展更高效精准的 基因编辑系统,优化突变检测技术仍是今后的努力 方向。 参考文献:省略 来源: iPlants
  • 《基因组编辑技术:“修改”目标基因实现精确育种》

    • 来源专题:生物安全知识资源中心 | 领域情报网
    • 编译者:黄翠
    • 发布时间:2017-06-20
    • 你可能常听到这样的吐槽:现在番茄种类很多,也更大更好看,但却不如过去好吃了。别着急,好消息来了:不久前,中国农业科学院农业基因组所研究人员培育出了一批番茄新品种,口味就比之前的好多了。 番茄等蔬菜瓜果为何味道变差了?中国农科院研究人员又是通过什么神奇的方法培育出了好吃的番茄品种? 西红柿味道不如以前,是因为育种过程中丢失了控制风味品质的部分基因 番茄,又称西红柿,原产于南美洲,大约明朝传入我国。它适应性广、产量高、营养丰富、风味独特,是世界范围内广泛种植的第一大蔬菜作物。据联合国粮农组织统计,2014年全球番茄产值达962.8亿美元。我国以鲜食番茄为主,更加注重风味品质。 据中国农业科学院农业基因组研究所副所长黄三文介绍,我们现在吃到的番茄都是由野生醋栗番茄驯化后的品种,野生番茄果实非常小,只有1—2克重,经过人工的长期驯化,现代栽培番茄的果重是其祖先的100多倍。 黄三文说,番茄味道不如以前,是由于在现代育种过程中过于注重产量、外观等指标,虽然产量大了、长得好看了,却使控制风味品质的部分基因位点丢失。研究结果表明,番茄中的13种风味物质含量在现代番茄品种中显著降低,从而改变了番茄口感。 能不能利用现代技术手段,培育出好看又好吃的西红柿?黄三文想到了基因组编辑技术。从源头做起,先找出影响番茄口味的“基因密码”。“我们的味蕾一直想找回的老口味儿就躲藏在‘基因密码’里,一旦找到决定番茄风味的相关基因,问题就会迎刃而解。”黄三文说。 2012年,黄三文带领团队参与了番茄基因组测序项目,破解了拥有9亿个碱基对的番茄全基因组图谱,其相关研究成果发表在权威学术期刊《自然》杂志上。2014年,黄三文带领的团队与国内多个从事番茄研究的团队一起揭开了番茄果实由小到大的人工驯化过程,即:野生醋栗番茄产生樱桃番茄,最终形成大果栽培番茄。同时,他们构建了番茄基因组变异图谱,发现了1200万个基因组变异的数据。2017年1月,黄三文团队终于破解了番茄风味基因密码,国际顶级学术期刊《科学》以封面文章的形式报道了这一科研成果。 “为了鉴定番茄种质中的优良基因,我们对世界范围内400份代表性的番茄种质进行了全基因组测序和多点多次的表型鉴定。利用全基因组关联分析和连锁分析,最终鉴定了影响33种风味物质的200多个主效的遗传位点。”该论文并列第一作者、中国农科院基因组研究所祝光涛博士说,研究发现,其中有2个基因控制了番茄的含糖量,5个控制了酸含量。 研究还发现,柠檬酸和苹果酸是番茄中的主要酸类物质,柠檬酸能提高西红柿风味,但苹果酸降低风味,研究人员由此找到了降低苹果酸、提高柠檬酸含量的技术路线。 从理论上说,任何风味的番茄都可以通过基因组编辑技术实现 基因组编辑技术为何如此神奇? 黄三文说,基因组是一个物种所有遗传信息的总和,新一代基因组技术被认为是驱动未来经济的颠覆性创新技术。2002年中国科学家发表的水稻基因组,推动了基因组学在农业育种上的应用。基因组编辑技术则是基因组学快速发展的直接产物。如同要编出畅销书或好新闻首先要仔细阅读原稿一样,要想更好地应用基因组编辑技术,首先要阅读基因组、读懂基因组。 黄三文介绍,基因组编辑技术是当前生命科学研究的前沿领域,利用该技术,科学家能够对目标基因进行定点敲除或插入,从而获得对人类有益的性状。其中,CRISPR/Cas9技术因其编辑效率高、操作简易等特点,成为当前生物研究炙手可热的研究工具——他们发现并改进西红柿口味就是用的这种技术。 他举例说,日常食用的番茄有红果和粉果两种,红果番茄硬度大耐储运,但口味较差;粉果番茄颜值高、风味佳,但却有不易储存的缺点。因此,传统的育种主要集中在红果番茄上,优质粉果番茄品种较少。黄三文团队利用基因组编辑技术,将控制番茄果实颜色、口味等的基因进行了编辑,仅用了10个月的时间就获得了耐储运、风味佳的粉果番茄。 “从理论上来说,未来人们想吃什么风味的番茄,都可以通过基因组编辑技术来实现。” 黄三文介绍说,他们团队与合作者已经培育出含糖量提高的西红柿新品种。下一步,将进一步提高有益挥发性物质的含量,培育出更美味的西红柿品种,力争恢复西红柿原有的风味。 通过基因组编辑技术,可以大大提高馒头或米饭中直链淀粉的比例,从而造福糖尿病人 在农作物育种领域,基因组编辑技术的作用不只是用在西红柿上。黄三文说,基因组编辑技术大大提高了作物的育种进度,通过“编辑”基因,一些小麦、水稻、玉米、马铃薯等作物新品系也相继问世。 国家“十三五”七大作物育种专项首席科学家、农业部作物基因资源与种质创制重点实验室主任张学勇研究员说,基因组编辑技术在农业领域前景广阔。“与物理或化学诱变育种相比,基因组编辑技术可以更准确、更精细地改变生物体内有机大分子的合成速度和方向,是一种精准育种技术。” 张学勇说,馒头或者米饭中存在两种淀粉,即直链淀粉和支链淀粉。其中支链淀粉很容易水解为葡萄糖,而直链淀粉降解成为葡萄糖的速度则缓慢许多。通过基因编辑技术,可以敲除或减弱支链淀粉合成的基因的活性,增加直链淀粉的比例,使直链淀粉的比例从百分之十几提高到60%—70%,这样就能有效控制糖尿病人饭后血糖迅速上升的情况,造福糖尿病人。 张学勇介绍,通过基因组编辑技术,还可以改变大豆、油菜等作物籽粒中油的成分比例,增加亚麻酸、亚油酸等优良成分的比重,利于健康和长寿。该技术还能让棉花纤维更细更长,增加优质棉比例,增加棉农收入。此外,它还能改变玉米、水稻等作物的叶片夹角,更有利于密植以达到高产的目的。“基因组编辑技术还能控制花卉的颜色,创造出一些自然界还没有的兰花、牡丹花的颜色,提高花卉品质,满足不同人群需要。” 张学勇认为,未来利用基因组编辑技术还可以根据人们的需要,改变许多农产品的风味、颜色,延长农产品的货架期,为现代农业发展注入强大的科技动力,更好地造福人类。